Zvýšení Produkční Kapacity Ekosystému Metody

Z technologického hlediska je anaerobní kal většinou posuzován jen jako materiál, sleduje se jeho množství, koncentrace, organický podíl a fyzikální vlastnosti, přičemž se uplatňují provozní a ekonomické dopady. Tento materiál je však oživen a právě mikroorganismy jsou hlavní akční silou celého procesu likvidace organického znečištění.

Běžně sledované vlastnosti kalu se nemusí vůbec změnit a přesto dochází k podstatným změnám v účinnosti a průběhu procesu, když mikroorganismy zareagují na nějaký vnější podnět. Abychom dokázali posoudit v jakém stavu se proces rozkladu právě nachází, je nutné znát aktuální stav dílčích rozkladných procesů, který odpovídá biochemické i fyziologické aktivitě příslušných mikroorganismů.

Neméně důležité jsou i nároky na technické provedení testů vzhledem k účelu testování. Metody by neměly vyžadovat složitá zařízení, neměly by být časově náročné a měly by přinášet co nejvíce požadovaných informací.

Hlavní problémy anaerobních aktivitních testů ve srovnání s aerobními přináší nutnost sledovat nejenom kapalnou fázi, ale i plynnou fázi a jejich vzájemně si odpovídající změny. Ke změnám v plynné fázi dochází vlivem produkce metanu a oxidu uhličitého, respirace vodíku a spotřebě oxidu uhličitého. Anaerobní podmínky testů vyžadují práci v uzavřeném prostoru, se známým objemem plynového prostoru, s odstraněním kyslíku z plynné fáze.

Při sledování kinetiky anaerobního rozkladu, kdy je třeba odebírat vzorky k analýzám v určitých časových intervalech, dochází ke změnám objemu kapaliny, objemu nebo tlaku plynu a kvality plynu, což je nutné neustále brát do úvahy a zahrnout do výpočtů při hodnocení testu. Další technický problém přináší zvýšená teplota testů, které jsou většinou prováděny při mezofilních podmínkách. Přesné udržování konstantní teploty potom není tak nutné kvůli mikroorganismům, ale pro přesné odečítání objemů nebo tlaků vyprodukovaných plynů.

Čtěte také: Liberci chybí kontejnery

Stanovení aktivity anaerobních mikroorganismů

Pro stanovení aktivity anaerobních mikroorganismů se většinou volí jednorázové testy. Jsou jednodušší, méně náročné na čas, obsluhu a zařízení. Kontinuální testy sice lépe odpovídají provozním podmínkám, především jsou to stálé hodnoty koncentrace substrátu a látkového zatížení biomasy. Jsou však složitější v provedení a většinou bývají spojeny s konkrétním problémem, který modelově řeší.

Výsledky jsou technologicky spolehlivější, protože lze s jejich pomocí sledovat dynamickou rovnováhu procesu. Sledování koncentrace substrátu se volí většinou tam ,kde jde o specifickou látku, obvykle nesnadno rozložitelnou, kdy potřebujeme znát rychlost jejího rozkladu, eventuelně skladbu rozkladných meziproduktů.

Pokud se soustředíme na samotné mikroorganismy, používané metody stanovení aktivity jsou většinou svázány s vnitřními pochody v buňce a týkají se enzymů a jejich kofaktorů nebo prosthetických skupin. Koncentrace biomasy se vzhledem k pomalým růstovým rychlostem anaerobních mikroorganismů během testu příliš nemění, relativně malé objemy testovaného media nedovolují stanovit její změny s dostatečnou přesností.

V oblasti produktů je jednoznačně nejvíce sledována plynná fáze. Indikátorem aktivity je produkce bioplynu nebo produkce metanu a aktivita celého mikrobiálního ekosystému je vyjádřena situací konečné fáze anaerobního rozkladu - metanogenese (Zábranská et al., 1990).

Jakákoli změna podmínek procesu, která poruší dynamickou rovnováhu produkce a spotřeby vodíku v systému, se okamžitě projeví zvýšením koncentrace vodíku v kapalné a následně i plynné fázi. K využití uvedených poznatků je třeba disponovat takou metodou, která je schopna rychle a s dostatečnou přesností stanovit vodík v co nejnižší koncentraci vedle ostatních složek bioplynu.

Čtěte také: Obnovitelné zdroje v ČR

Při dostatečné aktivitě hydrogenotrofních mikroorganismů je produkovaný vodík prostřednictvím mezidruhového transportu okamžitě spotřebován a v plynné fázi se neobjeví. Přesto je možno velice přesně stanovit aktivitu hydrogenotrofních mikroorganismů měřením rychlosti spotřeby rozpuštěného vodíku v kapalné fázi.

Měření koncentrace rozpuštěného vodíku

K tomuto účelu bylo vyvinuto zařízení schopné měřit koncentrace rozpuštěného vodíku ve vodném prostředí. Principem je Clarkova kyslíková sonda s obrácenou polarizací a výkonnějším zesilovačem vznikajícího proudu. Přístroj je schopen zpracovat signál sondy v rozsahu 0-200 µmol/l H2.

Tento způsob měření hydrogenázové aktivity anaerobních mikroorganismů je prováděn za fyziologických podmínek sledované kultury, nedochází k rušivým zásahům do měřeného media. Lze kontinuálně sledovat změny v aktivitě v závislosti na změně kultivačních podmínek.

Koenzym F420

Koenzym F420 je nízkopotenciálový elektronový přenašeč v metabolismu anaerobních bakterií a je většinou napojen na dehydrogenázové systémy. Je unikátním koenzymem vyskytujícím se pouze u metanogenních mikroorganismů, který se zúčastňuje redukce CO2 na CH4. Koenzym F420 vykazuje silnou fluorescenci při excitační vlnové délce 420 nm a této vlastnosti se využívá při jeho stanovení.

Byla vypracována metodika fluorescenčního stanovení koenzymu F420 v anaerobních kalech. Interpretace výsledků však není jednoduchá, protože koenzym F420 fluoreskuje pouze v redukované formě a jeho obsah se mění podle typu metanogenního mikroorganismu (Zábranská et al., 1983).

Čtěte také: Svoz domovního odpadu - nové ceny

Hydro-genotrofní metanogeny, protože daleko více využívají dehydrogenázové systémy při redukci CO2 mají také mnohem vyšší specifický obsah koenzymu F420 a nelze tedy pouze podle absolutní koncentrace koenzymu zjištěné podle intenzity fluorescence soudit na kvantitativní zastoupení metanogenů v biomase.

V závislosti na typu organismu a elektronového přenašeče mohou jako konečný elektronový akceptor fungovat různé látky. Enzymový systém vždy přednostně katalyzuje tu reakci, která má vyšší energetický výtěžek. Tím dochází k přirozené následnosti biochemických redox reakcí. Tato následnost nezahrnuje činnost pouze jediného organismu, ale je činností směsné mikrobiální kultury a závisí na adaptaci různých druhů mikroorganismů na různé akceptory.

Nerovnovážný stav elektronového transportního systému je prvním signálem nestability následných redox reakcí a tím anaerobního rozkladu probíhajícího v reaktoru. Tato situace předchází dalším signálům nestability procesu jako je pokles pH, vzrůst koncentrace mastných kyselin a pokles produkce metanu.

Dehydrogenázová aktivita

Při stanovení dehydrogenázové aktivity pomocí tetrazoliových solí je využito redukce těchto sloučenin na formazany, což je spojené s barevnou změnou. Redukčním činitelem je vodík, uvolněný dehydrogenázami při oxidaci substrátu. Dosahované výsledky jsou závislé na mnoha faktorech.

Dehydrogenázovou aktivitu mikroorganismů (DHA) můžeme rozdělit na endogenní a substrátovou. Endogenní DHA definujeme jako DHA mikroorganismů bez přídavku vnějšího substrátu. Substrátová DHA je DHA mikroorganismů po přídavku určitého substrátu.Výběrem substrátu můžeme aktivizovat různé trofické skupiny mikroorganismů. V metodě se jako substrát používá glukosa, kyselina mravenčí, kyselina octová a kyselina propionová.

Každý jednotlivý typ testu vyžaduje určité uspořádání a technické provedení testu a jiný způsob vyhodnocení výsledků. Základní technické provedení jednorázových testů pro všechny uvedené účely je stejné, liší se pouze v detailech dávkování substrátu, biomasy a v podmínkách testu.

Pro testy se používá uzavřených lahví nebo měrných baniček, do nichž se stanoveným anaerobním způsobem nadávkuje anaerobní biomasa jako inokulum a definované medium zajišťující požadované podmínky testu. Pro sérii testů je velmi důležité připravit dostatečnou zásobu inokula stejných vlastností, někdy i zvlášť kontinuálně kultivovaného na sledovaných odpadních vodách.

Hlavní problémy anaerobních aktivitních testů ve srovnání s aerobními přináší nutnost sledovat nejenom kapalnou fázi, ale i plynnou fázi a jejich vzájemně si odpovídající změny. Anaerobní podmínky testů vyžadují práci v uzavřeném prostoru, se známým objemem plynového prostoru, s odstraněním kyslíku z plynné fáze.

Při sledování kinetiky anaerobního rozkladu, kdy je třeba odebírat vzorky k analýzám v určitých časových intervalech, dochází ke změnám objemu kapaliny, objemu nebo tlaku plynu a kvality plynu, což je nutné neustále brát v úvahu a zahrnout do výpočtů při hodnocení testu. Dále nelze pouze v jednom testu stanovit návaznost a funkci jednotlivých trofických skupin mikroorganismů.

Další technický problém přináší zvýšená teplota testů, které jsou většinou prováděny při mezofilních podmínkách.Při inkubaci musí být udržována konstantní teplota, většinou se používá 35oC. Přesné udržování konstantní teploty není nutné jenom kvůli mikroorganismům, ale zejména pro přesné odečítání objemů nebo tlaků vyprodukovaných plynů.

Testovací nádobka má mít možnost odběru vzorku plynu k analýze pomocí injekční stříkačky, může být kontinuálně míchána magnetickým míchadlem nebo diskontinuálně protřepáním před každým měřením. Pro spolehlivé výsledky je důležité přesné množství vzorku a poměr kapaliny a plynového prostoru. Zvětšením tohoto poměru se dosáhne vyšší přesnosti stanovení u vzorků s nízkou produkcí metanu.

Produkce plynu se měří denně, zpočátku i v kratších intervalech. Po 30 dnech dojde u většiny látek k úplnému rozkladu. Jsou však i látky, které vyžadují delší dobu.

Měření produkce plynu

Realizace sledování produkce plynu je dána dostupným technickým vybavením laboratoří. Nejčastěji je používána metoda s objemovým měřením produkce bioplynu pomocí plynové byrety, ovšem s možností jeho odběru a následné chromatografické analýzy. Je možná i modifikace s absorpcí vznikajícího CO2.

Obsah metanu se zjišťuje vedle přímé chromatografické analýzy, pokud není možná, nepřímo porovnáním produkce celkové a po absorpci CO2. Všechny diskontinuální metody měření produkce plynu mají společné velké nároky na obsluhu nutnost odečítání produkce plynu v byretě, objemu vyteklé vody při vytěsňovací metodě měření plynu, odebírání plynu k chromatografické analýze apod.

Vyřešení těchto problémů je použití tlakového čidla, které změnu tlaku převádí na elektrický signál, který je možno po zpracování kontinuálně zaznamenávat. Záznam i vyhodnocení dat včetně automatického systému ovládání je možno řídit počítačem. Tento systém dovoluje nezávislé a kontinuálně sledované testy mnoha vzorků, získaná data mohou být okamžitě zobrazována graficky. Anaerobní nádobky vzhledem k citlivosti tlakových čidel mohou být i velmi malé - v desítkách ml. V praxi to znamená použít pro každou nádobku jen 30 40 mg zkoumaného kalu, což umožňuje testovat i kaly z laboratorních modelů, kterých bývá omezené množství.

Účel testů

Účelem je zjistit maximální množství vyprodukovaného metanu nebo bioplynu na hmotnostní jednotku zkoumaného materiálu - YCH4,S, YBP,S [l/g, m3/kg] (S = CHSK, VL, VLorg). Zkoumaný materiál je jediným substrátem v testu, podmínky rozkladu jsou optimální - zajištěny přídavkem fosfátového pufru (pH 7) a živin, inokulum je standardní biomasa - všechny základní funkční skupiny mikroorganismů jsou aktivní, pozadí je nízké - inokulum obsahuje málo nebo žádné rozložitelné organické látky, které nejsou biomasa.

Do měrných nádobek se nadávkuje známé množství inokula a definované medium obsahující pufr, makro i mikronutrienty (N,P,Fe,Co,Ni a pod.). Toto medium zajišťuje, aby se nestal při testu limitujícím faktorem nedostatek živin. Směs se probublá dusíkem, aby jím byl plynový prostor naplněn a nechá se několik hodin vytemperovat a ustálit. Poslední přidanou složkou reakční směsi je sledovaná látka, která je jediným zdrojem uhlíku pro anaerobní kulturu, přidává se vytemperovaná na teplotu kultivace, čas jejího přidání zároveň s vyrovnáním tlaku uvnitř nádobky s tlakem atmosférickým je startem testu.

Testovaná směs je kultivována při konstantní teplotě 35oC a je diskontinuálně promíchávána. Produkovaný plyn je v potřebných časových intervalech měřen tlakovými senzory nebo objemově po vyrovnání tlaku uvnitř nádobky s atmosférickým tlakem. Testy jsou vždy nasazeny duplicitně a uváděné výsledky jsou průměrem obou hodnot. Pro zjištění kvality bioplynu je prováděna podle potřeby chromatografická analýza plynné fáze.

Účelem je zjištění maximální rychlosti produkce bioplynu nebo metanu na hmotnostní jednotku biomasy - maximální specifické rychlosti rX,BP,max, rX,CH4,max [l.g-1.h-1](CH4, NLorg). Pro měření musí být zajištěny optimální podmínky rozkladu a přebytek substrátu v měřeném časovém úseku, limitujícím faktorem je pouze zkoumaná biomasa.

Pracovní postup, manipulace s biomasou a substrátem i měření produkce plynu u jednorázových testů je stejné jako u testů výtěžnosti. Doba měření je však kratší, protože není nutné sledovat produkci plynu až do vyčerpání substrátu. Maximální specifickou rychlost produkce je možno stanovit i během semikontinuálního provozu přímo v reaktoru. Měření produkovaného bioplynu je prováděno odpovídajícím plynoměrem, jeho kvalita se stanovuje na plynovém chromatografu.

Cílem testu je odhad maximálního zatížení dané anaerobní biomasy a zatížení pro dosažení požadované účinnosti rozkladu substrátu.

Bx,max = rX,CH4max. Bv,max = Bx,max . Tento postup je vhodný pro jednoduché substráty a směsi substrátů s dobrou nebo podobnou rozložitelností. Pokud je zkoumaným substrátem materiál se širokou škálou organických látek s různou rozložitelností, rozklad probíhá postupně s rychlostmi odpovídajícími rozložitelnosti látek.

Bx,E = rX,CH4E . rX,CH4E = VCH4,s . tE-1 / X . Postup pro zjištění aktivity základních funkčních skupin anaerobní biomasy je stejný jako při stanovení rXmax. Ke zkoumané anaerobní biomase se přidávají substráty specifické pro jednotlivé funkční skupiny (na př. kyselina octová, mravenčí, propionová, benzoová, glukosa a pod.) a sleduje se křivka produkce bioplynu a koncentrace metanu. Z křivky produkce se vyhodnotí rXmax pro jednotlivé substráty, získané údaje jsou odhadem aktivity skupiny mikroorganismů zpracovávající daný substrát.

Určení toxicity dané látky se liší se od testu výtěžnosti pouze tím, že kromě látky je do každé testovací nádobky přidán standardní substrát. Inhibice způsobená látkou se určuje jako pokles produkce plynu vztažený k referentním pokusům bez přidání testované látky. Pro každý test se spočítá produkce plynu za stejný časový úsek a porovná se s průměrnými hodnotami z kontrolních testů.

K testování látky se vybírá 5-10 koncentrací, cílem je zjistit rozsah koncentrací od neinhibujících až po silně toxické. Pro komplexní testy toxicity se používá více standardních substrátů podle jednotlivých mikrobiálních skupin.

Výsledky se uvádějí jako procentuální snížení rychlosti produkce plynu nebo vyprodukovaného objemu plynu v porovnání s referentním testem. Technologické testy jsou prováděny ve větších objemech, inokulum ani dávkované substráty nejsou ředěny, není přidáván pufr ani mikroživiny pro optimální prostředí a tím jsou částečně simulovány reálné podmínky. Způsob manipulace s materiálem, analýzy, měření a vyhodnocování výsledků je podobné jako u testů metanogenní aktivity a řídí se účelem testu.

tags: #zvýšení #produkční #kapacity #ekosystému #metody

Oblíbené příspěvky:

• Úrazy na škole v přírodě
• Řešení odpadu a hydroizolace v koupelnách dřevostaveb
• České tradice
• Budoucnost odpadového hospodářství
• Kontejnery na odpad Hradec Králové